恒溫熒光PCR檢測儀（依賴恒溫擴增技術，如LAMP、RPA，結合熒光信號實時監測）與基因編輯技術（如CRISPR-Cas9、TALEN、ZFN，通過特異性核酸酶實現DNA靶向修飾）的聯用，是分子生物學與生物技術領域的重要技術融合方向。二者的協同核心在于：基因編輯技術負責“精準改造靶標基因”，恒溫熒光PCR檢測儀負責“高效驗證編輯效果”，形成“編輯-檢測-優化”的閉環體系，這聯用不僅解決了傳統基因編輯后驗證步驟繁瑣、耗時的問題，還能提升編輯效率與特異性，在基礎研究、疾病診斷、農業育種、工業微生物改造等領域具有廣泛應用價值。

一、聯用的核心邏輯：功能互補與技術閉環

基因編輯技術的核心目標是實現對特定DNA序列的“敲除、敲入、替換”，但編輯過程存在“不確定性”—— 可能出現編輯效率低、脫靶效應（非預期位點修飾）、嵌合型編輯（部分細胞未完全編輯）等問題；而恒溫熒光PCR檢測儀的核心優勢是“快速、靈敏、特異性地檢測核酸序列變化”，可針對基因編輯后的靶標位點進行精準分析。二者聯用形成的技術閉環，可分為三個關鍵環節：

編輯前：靶標序列驗證與引物/探針設計在基因編輯實驗啟動前，需通過恒溫熒光PCR檢測儀確認待編輯生物樣本（如細胞、組織、微生物）的靶標基因序列是否與預期一致（避免因樣本序列差異導致編輯失效），例如，利用LAMP技術擴增靶標基因片段，結合特異性熒光探針驗證序列準確性，同時根據測序結果設計基因編輯的向導RNA（gRNA，針對CRISPR-Cas9）或識別模塊（針對TALEN/ZFN），確保編輯工具與靶標序列完全匹配。

編輯中：實時監測編輯效率（可選）部分場景下（如體外基因編輯體系），可將恒溫熒光PCR的擴增與熒光檢測模塊整合到編輯反應體系中，實時監測編輯過程中靶標序列的變化，例如，在CRISPR-Cas9 體外編輯反應中，加入針對靶標位點的 LAMP 引物與熒光探針 —— 若編輯成功，靶標序列被切割，LAMP 擴增無法啟動，熒光信號弱；若編輯失敗，靶標序列完整，LAMP正常擴增，熒光信號強。通過實時熒光曲線可動態判斷編輯反應的進程與效率，及時調整反應條件（如Cas9酶濃度、gRNA比例）。

編輯后：高效驗證編輯效果與排除脫靶這是二者聯用的核心環節。基因編輯完成后，需從“靶標位點編輯效率”“脫靶位點安全性”“嵌合率”三個維度驗證，傳統方法（如Sanger測序、瓊脂糖凝膠電泳）存在耗時（1-2天）、靈敏度低（無法檢測低比例嵌合型）、操作繁瑣的問題；而恒溫熒光PCR檢測儀可在30-60分鐘內完成檢測，且靈敏度達ng級甚至pg級，具體驗證方向包括：

靶標位點編輯效率：通過設計針對“野生型序列”與“編輯后序列”的特異性熒光探針，利用熒光信號強度比例計算編輯效率（如野生型探針熒光弱、編輯型探針熒光強，說明編輯效率高）；

脫靶效應檢測：基于生物信息學預測的潛在脫靶位點，設計特異性LAMP/RPA引物與探針，通過恒溫熒光PCR檢測是否存在脫靶修飾（若脫靶位點未擴增出熒光信號，說明編輯特異性高）；

嵌合率檢測：針對混合細胞樣本（如動物組織、植物愈傷組織），通過熒光信號的定量分析（如熒光閾值循環數Ct值），判斷未編輯細胞與編輯細胞的比例（嵌合率），篩選純合編輯克隆。

二、關鍵聯用技術路徑：以CRISPR-Cas9為例

CRISPR-Cas9 是目前應用十分廣泛的基因編輯技術，其與恒溫熒光PCR檢測儀的聯用技術路徑為成熟，可分為“體外編輯驗證”與“體內/細胞編輯驗證”兩類場景，具體流程與技術細節如下：

（一）體外基因編輯驗證：快速篩選適宜的編輯體系

體外基因編輯（如對質粒DNA、PCR擴增片段的編輯）是優化 CRISPR-Cas9 體系的關鍵步驟，恒溫熒光PCR檢測儀可快速篩選適宜gRNA、Cas9酶濃度、反應時間等參數，具體步驟：

編輯體系構建：將靶標質粒、Cas9蛋白、不同設計的gRNA（如3-5條候選gRNA）按不同比例混合，在37℃下進行體外編輯反應（0.5-2小時）；

恒溫擴增與熒光檢測：取少量編輯反應產物，加入含“野生型靶標位點特異性LAMP引物+熒光探針”的反應體系，在恒溫熒光PCR檢測儀中進行30分鐘LAMP擴增（溫度通常為63℃）；

結果分析：若某條gRNA對應的反應體系中，野生型探針的熒光信號顯著低于其他gRNA（如熒光強度僅為對照的10%-20%），說明該gRNA的編輯效率很高 —— 因靶標質粒被高效切割后，無法被野生型引物擴增，熒光信號減弱；反之，熒光信號強則說明編輯效率低。通過這一方法，可在1天內完成多組gRNA的篩選，遠快于傳統 Sanger 測序（需 2 天以上）。

（二）細胞/體內基因編輯驗證：精準檢測編輯效果與脫靶

在細胞（如HEK293T細胞、胚胎干細胞）或模式生物（如小鼠、斑馬魚）體內完成CRISPR-Cas9編輯后，需通過恒溫熒光PCR檢測儀驗證編輯效果，核心包括“靶標位點編輯效率”與“脫靶位點檢測”：

1. 靶標位點編輯效率檢測（以細胞樣本為例）

樣本處理：提取編輯后細胞的基因組DNA，用核酸酶去除RNA雜質；

雙色熒光LAMP檢測：設計兩套LAMP引物與探針 —— 一套針對“野生型靶標序列”（標記FAM 熒光），一套針對“預期編輯后序列”（如敲除后的斷裂位點或敲入的外源序列，標記HEX熒光）；將基因組DNA與雙色LAMP反應體系混合，在恒溫熒光PCR檢測儀中擴增30-40分鐘；

效率計算：通過檢測儀軟件分析FAM與HEX的熒光強度比值 —— 若HEX熒光強、FAM熒光弱，說明編輯效率高（如HEX/FAM 比值＞5，編輯效率可能＞80%）；若二者熒光強度接近，說明存在嵌合型細胞（部分細胞未編輯）。這種方法不僅快速，還能實現編輯效率的半定量分析，靈敏度可達0.1%（即能檢測到1000個細胞中1個編輯細胞）。

2. 脫靶效應檢測（基于預測的脫靶位點）

脫靶位點預測：通過CRISPR Design、Cas-OFFinder等工具，預測gRNA可能結合的潛在脫靶位點（通常選擇與gRNA序列相似度≥18 bp的位點，共10-20個）；

多重熒光RPA檢測：由于RPA技術（重組酶聚合酶擴增）對引物特異性要求高，且可在37-42℃恒溫反應，適合多靶點同時檢測。針對每個潛在脫靶位點設計特異性RPA引物與熒光探針（標記不同熒光通道，如FAM、HEX、Cy5），將所有引物/探針混合形成“多重RPA反應體系”，加入基因組DNA后在恒溫熒光PCR檢測儀中反應20-30分鐘；

脫靶判斷：若某一熒光通道出現強信號，說明對應脫靶位點被編輯（因編輯會導致脫靶位點序列改變，僅未編輯的脫靶位點可被RPA擴增，產生熒光；若編輯則無法擴增，熒光弱）；反之，熒光弱或無信號，說明無脫靶，這多重檢測可在1小時內完成20個以上脫靶位點的篩查，遠快于傳統的全基因組測序（需 1 周以上）。

三、聯用的核心優勢：突破傳統技術瓶頸

相較于“基因編輯+傳統檢測方法（Sanger 測序、凝膠電泳）”的組合，恒溫熒光PCR檢測儀與基因編輯技術的聯用具有四大核心優勢，解決了傳統流程的關鍵瓶頸：

（一）速度快：從“數天”縮短至“數小時”

傳統基因編輯后驗證需經歷“基因組 DNA提?。?/span>4-6小時）→PCR 擴增（1-2小時）→瓊脂糖凝膠電泳（1小時）→Sanger 測序（1-2天）→結果分析（1小時）”，全程需2-3天；而聯用體系中，恒溫擴增（LAMP/RPA）僅需20-40分鐘，熒光檢測實時完成，加上DNA提取，全程可在2-3小時內完成，大幅提升實驗效率 —— 尤其在需要快速篩選編輯克?。ㄈ缂毎禈嫿ǎ┗蚓o急場景（如病原微生物基因編輯改造）中，優勢顯著。

（二）靈敏度高：檢測低比例嵌合型與微量樣本

傳統凝膠電泳的檢測下限約為10ng DNA，且無法區分低于10%的嵌合型細胞；而恒溫熒光PCR檢測儀的靈敏度可達pg級（如RPA技術可檢測 1 pg基因組DNA），且能通過熒光信號定量分析低至0.1%的嵌合率 —— 這對動物胚胎編輯（如小鼠受精卵編輯，常存在嵌合型）或臨床樣本編輯（如患者來源的類器官編輯，樣本量少）至關重要，可避免因靈敏度不足遺漏陽性編輯樣本。

（三）特異性強：精準區分“編輯型”與“野生型”

恒溫熒光PCR的引物/探針設計針對“編輯后序列的特異性位點”（如敲除的斷裂處、敲入的外源基因片段），僅與目標序列結合，不與野生型序列反應，特異性遠高于凝膠電泳（僅能區分片段大小，無法區分序列差異），例如，在基因敲入實驗中，傳統凝膠電泳無法區分“正確敲入”與“隨機整合”，而恒溫熒光PCR可通過針對“敲入位點與基因組同源臂連接處”的探針，僅檢測正確敲入的樣本，避免假陽性結果。

（四）可現場化：擺脫對實驗室的依賴

恒溫熒光PCR檢測儀體積小巧（部分型號為便攜式，如手持LAMP檢測儀），無需復雜的溫度循環裝置（僅需恒溫加熱模塊），可在野外、臨床現場等非實驗室環境使用；而基因編輯技術也在向“體外快速編輯”方向發展（如體外CRISPR-Cas9編輯試劑盒）。二者聯用可實現“現場編輯+現場驗證”—— 例如，在農業育種中，可在田間采集作物葉片，現場完成基因編輯（如抗蟲基因敲入）后，用便攜式恒溫熒光PCR檢測儀實時驗證編輯效果，無需將樣本帶回實驗室，大幅縮短育種周期。

四、典型應用場景：從基礎研究到產業落地

恒溫熒光PCR檢測儀與基因編輯技術的聯用已在多個領域落地應用，涵蓋基礎研究、疾病處理、農業、工業等，成為推動技術轉化的關鍵工具：

（一）基礎研究：細胞系構建與基因功能驗證

在細胞生物學研究中，構建基因敲除/敲入細胞系是研究基因功能的核心手段。聯用體系可快速篩選純合編輯細胞克隆 —— 例如，在HEK293T細胞中編輯“p53基因”（抑癌基因）后，通過雙色熒光LAMP檢測，1小時內即可區分“野生型”“雜合敲除”“純合敲除”細胞，避免傳統方法中大量克隆篩選的繁瑣過程；同時，通過脫靶檢測排除p53同源基因（如p63、p73）的脫靶，確保細胞系的特異性，為后續基因功能研究（如細胞凋亡、周期調控）提供可靠模型。

（二）疾病診斷與處理：臨床級基因編輯驗證

在基因處理領域（如CRISPR-Cas9處理鐮狀細胞貧血），編輯后細胞的“安全性”與“有效性”是臨床審批的關鍵。聯用體系可用于：

患者造血干細胞編輯后，檢測靶標基因（如HBB基因，鐮狀細胞貧血致病基因）的編輯效率，確?！?/span>90% 的細胞被正確編輯；

篩查潛在脫靶位點（如與 HBB 序列相似的基因），確保無脫靶修飾，避免引發新的疾??；

監測患者回輸編輯細胞后的體內嵌合率（通過外周血樣本檢測），評估處理效果 —— 這些檢測均需快速、靈敏，恒溫熒光PCR檢測儀可滿足臨床級別的要求。

（三）農業育種：快速培育基因編輯作物/畜禽

在農業領域，基因編輯技術常用于培育抗蟲、抗除草劑、優質的作物（如水稻、玉米）或畜禽（如豬、雞）。聯用體系可加速育種進程：

對作物愈傷組織進行基因編輯（如敲除抗除草劑基因的抑制位點）后，用便攜式恒溫熒光PCR檢測儀在溫室現場檢測編輯效率，篩選陽性愈傷組織，避免傳統方法中“愈傷組織培養→植株再生→測序驗證”的漫長流程（從數月縮短至數天）；

對畜禽受精卵編輯后，在胚胎移植前檢測編輯效果，提高移植成功率（如豬受精卵編輯后，僅移植純合編輯胚胎，避免后代出現嵌合型）。

（四）工業微生物改造：優化發酵效率

工業微生物（如大腸桿菌、酵母菌）的基因編輯常用于提升發酵產物產量（如胰島素、乙醇）。聯用體系可快速篩選高產菌株：

對微生物進行基因編輯（如敲除產物分解酶基因、增強合成酶基因）后，通過恒溫熒光PCR檢測編輯位點，1小時內篩選出陽性菌株；

對發酵過程中的微生物樣本進行實時檢測，監測編輯基因的穩定性（避免因傳代導致編輯位點丟失），確保發酵效率穩定。

五、挑戰與未來發展方向

盡管二者聯用已展現顯著優勢，但仍面臨一些技術挑戰，同時也存在明確的發展方向：

（一）現存挑戰

多重檢測的通道限制：目前多數恒溫熒光PCR檢測儀僅支持2-4個熒光通道，無法同時檢測更多脫靶位點或編輯靶點 —— 需開發多通道（如8-10通道）檢測儀，滿足復雜編輯體系的需求；

復雜樣本的干擾：臨床樣本（如血液、組織）或農業樣本（如葉片、土壤微生物）中含有的雜質（如蛋白質、多糖）會抑制恒溫擴增反應，導致假陰性 —— 需優化樣本預處理方法（如快速核酸提取試劑盒），減少干擾；

編輯類型的適配性：對于復雜編輯類型（如大片段敲入、堿基編輯），現有引物/探針設計難度大，檢測靈敏度下降 —— 需開發針對復雜編輯的特異性擴增技術（如長片段LAMP）。

（二）未來發展方向

集成化：“編輯-檢測”一體化設備開發微型化、一體化設備，將“基因編輯模塊”（如微型CRISPR反應腔）與“恒溫熒光檢測模塊”整合，實現“樣本入→結果出”的全自動化流程 —— 例如，針對病原微生物（如新冠病毒），可在設備內完成“病毒RNA編輯（如破壞復制相關基因）→編輯效果檢測”，用于快速滅活與驗證。

智能化：AI輔助引物設計與結果分析結合人工智能技術，開發“AI引物/探針設計系統”—— 根據編輯類型（敲除、敲入、堿基編輯）自動生成適宜恒溫擴增引物/探針，避免人工設計的誤差；同時，AI可自動分析熒光曲線，區分“真陽性”“假陽性”（如非特異性擴增導致的熒光信號），提升結果準確性。

臨床化：合規性與標準化針對基因應用場景，推動聯用體系的“臨床級標準化”—— 制定恒溫熒光檢測的操作規范（如樣本處理、試劑質量控制），開發符合gMP標準的檢測試劑，確保結果可追溯、可重復，滿足臨床審批要求（如FDA、NMPA的監管標準）。

恒溫熒光PCR檢測儀與基因編輯技術的聯用，是“精準改造”與“高效驗證”的完美結合，通過功能互補形成了技術閉環，解決了傳統基因編輯流程中效率低、靈敏度不足、操作繁瑣的瓶頸，這聯用不僅加速了基礎研究（如細胞系構建、基因功能驗證），還推動了基因編輯技術在臨床處理、農業育種、工業微生物改造等領域的產業化落地。隨著設備集成化、檢測智能化、流程標準化的發展，二者的聯用將進一步突破技術限制，成為生物技術領域的核心工具，為精準醫療、綠色農業、高效工業生產提供更強的技術支撐。

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